Colorant / Réactifs |
valeurs |
Utilisation / mise en évidence |
---|---|---|
Acétate de sodium |
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extraction d’ADN |
Acide picrique |
cristaux en aiguille |
m.e.e. du potassium |
Acide nitrique=réaction xanthoprotéique | jaune | m.e.e des Acides aminés à noyau aromatique. |
coloration rouge des polysaccharides |
colore les parois cellulaires cellulosiques ou pectiques; également les grains d'amidon |
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Alizarine (V) |
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coloration d'os |
Alkanine |
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coloration liège, matières grasses, résines |
Azan |
collagène, mb
basales, mucus colorés en bleu |
méthode de coloration du tissu conjonctif (mais peut servir à d'autres types cellulaires) |
Bichromate de potassium |
coloration brune |
m.e.e. des tanins. |
coloration bleue |
coloration de certains type de mucus et du cartilage méthode utilisée avec le Van Gieson |
|
Bleu de bromothymol |
jaune (pH < 6) à bleu (pH > 7,6) |
indicateur de pH |
Bleu de méthylène (V) |
colorant bleu |
simple colorant, soluble
dans l'eau et dans l'éthanol |
Bleu de molybdène |
coloration bleue des noyaux et composés pectiques |
m.e.e. des composés pectiques |
Bleu de toluidine (V) |
colore les constituants acides en divers teintes de bleu |
m.e.e. des chromosomes (ex: chromos. géants de chironome) |
Bleu pyrrol (V) |
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étude des histiocytes (tissu conjonctif), excrétion et examen des vaisseaux lymphatiques |
Bleu trypan (V) |
|
étude des histiocytes (tissu conjonctif), excrétion et examen des vaisseaux lymphatiques |
Carbonate de sodium |
(Na2CO3) |
utilisé pour neutraliser les acides organiques |
coloration rouge |
parois cellulosiques |
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Carmin acétique |
coloration rouge |
colorant des noyaux (+HCl + rinçage + chauffer) |
Chlorure de baryum |
précipité blanc |
m.e.e. des sulfates |
Chlorure de cobalt |
sec: bleu vif |
variations hygrométriques, papier indicateur d'humidité |
Cobaltinitrite de sodium |
précipité jaune |
m.e.e. du potassium |
Colorant de Mirand = double colorant de Mirand |
addition du vert d'iode et du carmin. |
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Coloration de la réticuline |
coloration bleue-noir |
m.e.e. de la réticuline (tissu conjonctif) |
incolore: réduit |
m.e.e. production de O2 des plantes (photoS) |
|
Dinitro 2,4 phénol |
incolore (pH < 2,8) |
indicateur de pH |
Dinitro 2,5 phénol |
incolore (pH < 4) |
indicateur de pH |
Diphénylamine sulfurique |
coloration bleue violacé |
dosages de nitrites ou de nitrates |
Eau iodée |
voir Lugol |
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Eau de chaux |
précipité de carbonate de calcium en présence de CO2 |
m.e.e. de CO2 |
Empois d’amidon |
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activité amylasique |
coloration en rouge et rose |
colorant acide qui colore
les structures histologiques basiques (ex: protéines du
cytoplasme) |
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voir Réactif de Schiff |
Méthode d’étude des chromosomes |
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Fuschine |
voir APS |
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Giemsa |
bandes noires |
marquage des bande G
chromosomiques |
noyau coloré en
noir |
méthode classique de coloration des cellules sanguines et des frottis (moelle osseuse) |
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Glycérine |
observation cristaux microscope |
m.e.e. inuline (Composées: tubercule de Dahlia) |
coloration en bleu violacé |
colorant basique qui colore
les structures histologiques acides: ADN et ARN (noyau et REG) |
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solution bleue > précipité rouge brique quand chauffé. |
m.e.e. des oses réducteurs (fonctions cétone ou aldéhyde) |
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coloration bleu-violet de l'amidon et brun-acajou du glycogène. |
m.e.e des polymères de glucose a : amidon (glycogène et cellulose dans certains cas) (+ chauffer) |
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May-Grünwald |
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Méthode de Nissl (et bleu de méthylène) |
le REG forme un amas (corps de Nissl) |
colore le REG des neurones |
fluorescence sous lumière ultraviolette |
marquage des bandes Q chromosomiques |
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Nitrate d’argent (solution à conserver dans un flacon brun à l'abri de la lumière) |
précipité de chlorure d’argent en présence de chlorures |
m.e.e des chlorures |
précipité d'argent métallique sur les bords du tube à essai |
m.e.e. des oses réducteurs (id. Liqueur de Fehling) |
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Ninhydrine |
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Noir Soudan (+acide osmique) |
coloration brun-noir |
m.e.e. des graisses |
Orcéine acétique |
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m.e.e. des chromosomes (ex: chromosomes géants de chironome) |
Oxalate d'ammonium |
précipité blanc |
m.e.e. du calcium |
Perchlorure de fer |
coloration noire |
m.e.e. des tanins |
Phénolphtaléine |
incolore (pH < 8,2) à rouge violet (pH > 9,8) |
indicateur de pH |
Phénylhydrazine |
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Phloroglucine |
coloration en rouge |
spécifiquement de la lignine en milieu acide (+HCl) |
Quinacrine |
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Réactif ammoniaco-magnésien |
précipité blanc en présence de phosphate |
m.e.e de phosphates |
Réactif du biuret |
violet si liaisons peptidiques avec soude et sulfate de cuivre. |
m.e.e. de liaisons peptidiques (polypeptides et protéines. pas oligopeptides) quelques gouttes de sulfate de cuivre et de la soude. |
Réactif iodo-ioduré |
voir Lugol |
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Réactif de Kastle-Mayer |
teinte rose en présence de cuivre |
m.e.e. de cuivre |
Réactif de Millon |
coloration rouge orangé |
m.e.e. des protéines (les acides aminés phénoliques) |
Réactif de Molish = Naphtol |
coloration violette |
m.e.e. de tous les oses et osides |
Réactif de Nessler |
coloration jaune à brun |
m.e.e. de l’ammonium |
Réactif nitromolybdique |
précipité jaune de phosphomolybdate d’ammonium |
m.e.e. des phosphates |
Réactif des phosphates |
bleue en présence de phosphates. |
m.e.e. et dosage des phosphates |
coloration en rouge en présence d'un réducteur |
m.e.e. des aldéhydes (ribose de l’ADN dans la méthode de Feulgen) |
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coloration rose violacée |
m.e.e. des nitrates |
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Rouge Congo |
se fixe sur les glucanes (cellulose = polymère de glucane) |
m.e.e. Cellulose |
Rouge de Crésol |
jaune (pH < 7) à rouge (pH > 8,8) |
indicateur de pH ( et [CO2] ). |
Rouge de méthyl |
rouge (pH < 4,4) à jaune orangé (pH > 6,2) |
indicateur de pH |
Rouge de phénol |
jaune (pH < 6,6) |
indicateur de pH |
Rouge neutre (V) |
rouge (pH < 6,8)
à jaune (pH > 8) |
indicateur de pH |
Rouge de ruthénium |
colore en rouge la pectine |
m.e.e. pectines acides |
coloration rouge |
m.e.e. des lipides (+ cires, résines, cutine, subérine, latex). solvant organique |
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Safranine |
coloration rouge |
coloration bois et liège |
Soudan III |
voir Rouge Soudan |
|
Sulfate ferreux |
|
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Sulfate de cuivre | précipité blanc | m.e.e. |
Test de la flamme |
coloration jaune de la flamme |
m.e.e. du sodium (Na) (dans une solution) |
Thiocyanate de potassium |
coloration rouge |
m.e.e. du fer (Fe+++) |
Thymolphtaléine |
incolore (pH < 9,3) |
indicateur de pH |
Trichrome de Masson |
collagène en vert
ou bleu |
m.e.e. les colorants du tissu conjonctif en particulier le collagène |
collagène
coloré en rouge |
méthode
utilisée pour le tissu conjonctif |
|
coloration verte |
tissus lignifiés
ou subérifiés |
|
Vert de méthyle |
coloration bleu verte |
coloration de l'ADN et du noyau. |
Vert de méthyle acétique |
coloration verte |
m.e.e. des chromosomes (ex:
chromos. géants de chironome) |
|
coloration du chondriome. |
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Vert Janus (V) |
Voir Vert Diazine |
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Violet gentiane |
|
coloration du chondriome |
Violet dahlia |
|
coloration du chondriome |
Violet neutre de Godfrin |
coloration rouges des composés pectiques, violet foncé du bois et du liège |
coupe dans un végétal |
Note: l'indication (V) après le nom du colorant indique qu'il s'agit d'un colorant vital.
Bleu de méthylène |
Dissoudre 1 g de bleu de méthylène dans 1 litre d'eau distillée |
Bleu de méthylène phéniqué |
Dissoudre 2 g de bleu de méthylène et 20 g de phénol dans 100 ml d'alcool à 95 % |
Liquide de lugol |
Broyer dans un mortier, 1 g d'iode bisublimé et 2 g d'iodure de potassium. Dissoudre dans 100 ml d'eau distillée. Pour permettre la dissolution totale de l'iode, ajouter un peu d'iodure. Conserver la solution dans un flacon en verre brun. Pour l'utiliser, il faut le diluer. Le produit se décolore avec le temps. |
Carmin acétique |
Dissoudre 0,5 g de carmin 40 dans un mélange de 55 ml d'eau distillée et 45 ml d'acide acétique. Porter le mélange à ébullition, et laisser ensuite bouillir 1 à 2 minutes. Laisser refroidir puis filtrer. |
Produire de l'eau de chaux |
La méthode de fabrication par filtration/décantation
est très simple à partir du moment où
l'on a de la chaux vive. une boîte (métallique) de 1 kg de
chaux vive (entre 50 et 100 F - 15 euros) Cette chaux se présente
généralement sous forme de morceaux ressemblant
à du marbre. Un seul morceau placé dans un
bécher avec 1 L d'eau
déminéralisée(9 F les 5 L en
supermarché) |
Extraction d'ADN Source: site HiChouCa |
Matériel : Protocole : |
Dissection de l'oeil |
-Oeil de merlan |
Gaïacol |
cinétique enzymatique en 1eS avec le
colorimètre Jeulin. Plusieurs protocoles proposent
l'utilisation de peroxydase et de gaïacol comme substrat Vous trouverez le protocole à l'adresse
suivante : |
Cultures sur milieu
gélosé Merci à Jeff et YLharidon |
1) "Seuls sont utilisés pour la
réalisation de préparations microscopiques les
microorganismes utilisés dans l'industrie alimentaire ou
commercialisés. On veille à respecter les
règles de sécutité en ce qui concerne
leur destruction. 2) Prévention des Risques Biologiques -
Textes législatifs et réglementaires:
B : Est-il nécessaire de chauffer
(stériliser) le support ? B : Faut-il conserver, une fois que la culture
démarre, les coupelles ou les boîtes de Petri dans
un endroit particulier ? (température
ambiante ?) B : Y a-t-il des consignes de
sécurité à
vérifier (j'ai cru comprendre que certaines maladies
pouvaient se développer facilement avec cette
manipulation...) ? B : Et ce milieu gélosé,
pourrait-il être remplacé par... de la gélatine
de cuisine ?? |
Modélisation de la diffraction des rais sismiques en profondeur Source: site HiChouCa |
Matériel : Placer l'eau sur-salée dans un aquarium
transparent. Un gradient de concentration en sel s'établit
entre le bas et le haut de l'aquarium. La concentration en sel est
évidemment plus élevée dans le fond de
l'aquarium. ! Attention au laser : ne regardez jamais un tel rayon en face. |
TP "Amidon" (1/3) (+ notes de Gilles Pineau) |
A propos de l'amidon A propos de l'amylase
- Utiliser des cachets de Pancréal Kirchner
qui (réduits en poudre) digèrent très
rapidement l'amidon et qui présentent l'avantage de ne pas
renfermer de sucre. malheureusement la nouvelle formule ne
digère plus les protéines... Des "trucs" bien pratiques
(d'après Gilles Pineau) |
||
TP "Amidon" (2/3) Merci à G.Pineau pour cette "compilation" |
Pour ce TP plusieurs collègues rencontrent des difficultés :
- Les amidons solubles de chez Pierron et Jeulin
réagissent positivement (!!)
à la liqueur de Fehling.
- Nous n'avons plus le droit d'utiliser la salive.
- Pour suivre la digestion "in vitro" mettre l'eau
iodée directement dans le tube avec l'amidon. On partage
ensuite le contenu de ce tube en deux. Dans l'un on ajoute l'enzyme. |
||
TP "Amidon" (3/3) Les bandelettes glucose |
Conseil d'achat pour le TP Amidon EVITER: Les bandes Gluco-Touch. Ce
sont des bandelettes de glycémie utilisables uniquement avec
un appareil (le glucomètre). Truc: un collègue se fournit
auprès d'un ami qui travaille en hôpital. Il
récupère les bandes non utilisées qui
sont passées de date : elles fonctionnent suffisammet bien
pour nos manipulations (2 ans après, elles fonctionnent
encore !). |
||
Vitesse de cristallisation: vanilline |
Il est plus facile de faire la manipulation à
deux: Il faut très très peu de vanilline pour une
lame. Une adresse pour commander de la vanilline: |
La reproduction sexuée |
Matériel utilié classiquement:
- Hermelles (annelides
oliogochètes tubicoles) |
||||
Sédimentation (compaction
de la roche) |
Préparer une bouteille en plastique dont on
aura enlevé l'étiquette pour en mieux voir le
contenu. |
||||
Action du gel sur les roches |
Etude de la gélifraction sur
différentes roches: |
||||
Toute le classe entend le
stéthoscope |
Transformer un stéthoscope avec un micro de
manière à ce que toute la classe entende les
battements. |
Respiration des
Végétaux |
Rejet de dioxygène avec le logiciel respi de
chez Jeulin (mode afficheur: gros chiffres visibles de loin) |
Mouvements respiratoires |
Demander aux élèves
(pêcheurs ou non) de me rapporter un poisson (un "blanc" type
chevesne en général résistant et gros,
dans les étangs privés on pêche toute
l'année) ou sinon un poisson rouge. Je le rend à
son propriétaire ensuite. Sur ce sujet: film du CDDP Haute-marne : la respiration aquatique avec cette manip , dissection filmée pour que les élèves fassent idem, et respiration de la coque . Il est très pédagogique avec formulation d'hyp sur le courant d'eau , son sens etc... |
Des élevages d'insectes |
|
Préparer un aquarium |
Préparer un aquarium pour le laboratoire ou
la classe. |
Appareil de Berlèse |
J'utlise depuis plusieurs années des
berlèses faits avec des bouteilles d'eau minérale
; on coupe le haut pour faire un entonnoir, on coupe le fond pour avoir
un cylindre qui fera le fond où l'on
récupère les animaux; - Le chlorure de magnesium pour
qu'ils meurent en extension; on le trouve en sachets à la
pharmacie (style sachets d'aspegic) ; un sachet par an suffit; La litière doit être
fraîche
(récupérée sous un chêne ou
un
hètre..) mais pas récupérée
juste
après une pluie car les animaux s'enfoncent..; 4-5 cm
d'épaisseur. |
Un élevage de protozoaires |
Pour ralentir les "petites bestioles" : du gel pour cheveu dilué entre lame et lamelle,à défaut de l'Agar-agar d'antan. Pour la détermination, ce n'est pas simple...
- Les élevages des petits animaux, Marcel Sire, Ed. LECHEVALIER, 1974. Planches et informations sur les Paramécies, les Colpodes, les Stylonychies, les Vorticelles et les Stentors, ainsi que quelques éléments (rares, semble-t-il) sur leur forme de vie ralentie en milieu anhydre, qui permet d'expliquer la colonisation des mares (utiles dans le cadre du programme de sixième). - Biologie-zoologie par J.G. Cobut, J. Mignolet et al., éditions A. De Boeck, Bruxelles, 1974. Ce n'est pas vraiment une clé, mais plutôt une courte description illustrée (4 pages seulement) des principaux types rencontrés dans ces circonstances... - L'étang (sa flore, sa faune) M. Sire aux éditions N. BOUBEE & Cie, 19?? - Il y a également la faune de l'eau (vive, polluée..) dans des vieilles éditions de livre de secondes (2 programmes en arrière) du temps où l'écologie était traitée (ex: Sciences Naturelles classe de 2e M', M. CHADEFAUD et V. REGNIER, Ed. DELAGRAVE) ou encore Sciences Naturelles classe de 1ère C' et M', M. CHADEFAUD et V. REGNIER, Ed. DELAGRAVE. |
Construire un appareil de Berlese (pour capturer les animaux du sol) |
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Récupération des
spores et mise en culture |
Matériel utilisable: sores
de fougères, sporogones de mousses. (il faut qu'ils soient
suffisament mûrs mais pas trop non plus...) Marche à suivre avec des
fougères: > Attendre 6 mois (!) < Les frondes apparaîtrons et resteront dans cet état pendant 3 ans. Les replanter sur du terreau. |
Observer des germination Proposé sur la mailing list SVT-PrepaCAPES par C. Marty |
Dans une éprouvette ou un
erlenmeyer, rouler du papier essuie-tout, coincer
différentes graines entre le verre et le papier, humecter
celui-ci et attendre. Voir résultat ci-joint.
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Bouturage |
Bouturage de la "misère" (Peperonia
argentea) |
Quelques trucs utiles et pas chers pour tous les niveaux |
x Vous pouvez vous fournir en moulages dentaires en allant chez le dentiste qui vous les donneras bien volontiers puisqu’il les jette relativement souvent. Vous pourrez trouver des alcootests gratuits
à plusieurs endroits : Une culture de levure de boulanger vous permettra d’obtenir facilement de la saccharase. Cultiver les levures sur un milieu liquide contenant des glucides puis filtrer le tout. Ca y est vous avez vos saccharases. Les battements du cœur peuvent être étudiés sur des dissections d’escargots et d’huître. Préparer des lames minces qui durent 1) Placez tout d'abord les
échantillons que vous voulez fixer dans une solution
d'alcool à 60° ou plus pendant 30 mn à 1
heure.
Obtenir des paramécies Rien de plus simple il vous suffit de placer des grains
de blé dans de l'eau et de les y laisser pendant 1 mois. Elevage de ver de farine Cet élevage permet d'obtenir pour peu de frais à la fois : la larve, la nymphe et l'adulte. Les vers sont placés dans une boitte sans couvercle (sauf peut être pour les odeurs car en effet l'adulte malgré la présence d'ailes ne vole pas). Le milieu d'élevage est des plus simple il est constitué de germes de blé (germaline en paillette) et de quelques bouts de pain. La manipulation suivante peut être ensuite réalisée par les élèves eux-mêmes. Demandez leur d'ammener des boites d'allumettes vides. Ils pourront alors repartir chez eux avec un peu de milieu de culture et deux individus. Ce la leur permettra de suivre l'évolution de ce "duo" et d'observer ainsi tous les stades de dévelloppement de l'insecte.
|
Pour la 5ème |
Maquette de bras Matériel :
Réalisation : Le fumeur artificiel Matériel : Réalisation : Pattes de grenouille Matériel : Réalisation : Poumons et capillaires Matériel : Réalisation : |
Pour les 1ère S |
Extraction d’ADN Matériel : Protocole expérimental : Matériel : Protocole expérimental : |
Proposez également vos expériences.