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Les T.P. 

Index
Différents colorants

Préparation des colorants
Exemples de manipulations
Une planche avec tous les ustensils de chimie .doc

Colorants et Réactifshaut

Colorant / Réactifs

valeurs

Utilisation / mise en évidence

Acétate de sodium

 

extraction d’ADN

Acide picrique

cristaux en aiguille

m.e.e. du potassium

Acide nitrique=réaction xanthoprotéique jaune m.e.e  des Acides aminés à noyau aromatique.

APS =acide périodique Schiff (= fuschine) H5IO6

coloration rouge des polysaccharides

colore les parois cellulaires cellulosiques ou pectiques; également les grains d'amidon

Alizarine (V)

 

coloration d'os

Alkanine

 

coloration liège, matières grasses, résines

Azan

collagène, mb basales, mucus colorés en bleu
noyau coloré en rouge vif

méthode de coloration du tissu conjonctif (mais peut servir à d'autres types cellulaires)

Bichromate de potassium

coloration brune

m.e.e. des tanins.

Bleu Alcian

coloration bleue

coloration de certains type de mucus et du cartilage

méthode utilisée avec le Van Gieson

Bleu de bromothymol

jaune (pH < 6) à bleu (pH > 7,6)

indicateur de pH

Bleu de méthylène (V)

colorant bleu

simple colorant, soluble dans l'eau et dans l'éthanol
peut être utilisé comme indicateur de pH 

Bleu de molybdène

coloration bleue des noyaux et composés pectiques

m.e.e. des composés pectiques

Bleu de toluidine (V)

colore les constituants acides en divers teintes de bleu

m.e.e. des chromosomes (ex: chromos. géants de chironome)

Bleu pyrrol (V)

 

étude des histiocytes (tissu conjonctif), excrétion et examen des vaisseaux lymphatiques

Bleu trypan (V)

 

étude des histiocytes (tissu conjonctif), excrétion et examen des vaisseaux lymphatiques

Carbonate de sodium

(Na2CO3)

utilisé pour neutraliser les acides organiques

Carmin

coloration rouge

parois cellulosiques

Carmin acétique

coloration rouge

colorant des noyaux (+HCl + rinçage + chauffer)

Chlorure de baryum

précipité blanc

m.e.e. des sulfates

Chlorure de cobalt

sec: bleu vif
humide: rose

variations hygrométriques, papier indicateur d'humidité

Cobaltinitrite de sodium

précipité jaune

m.e.e. du potassium

Colorant de Mirand = double colorant de Mirand

addition du vert d'iode et du carmin.

 

Coloration de la réticuline

coloration bleue-noir

m.e.e. de la réticuline (tissu conjonctif)

DCPIP Dichlorophénol-indophénol

incolore: réduit
bleu: oxydé

m.e.e. production de O2 des plantes (photoS)

Dinitro 2,4 phénol

incolore (pH < 2,8)
à jaune (pH > 4,7)

indicateur de pH

Dinitro 2,5 phénol

incolore (pH < 4)
à jaune (pH > 5,8)

indicateur de pH

Diphénylamine sulfurique

coloration bleue violacé

dosages de nitrites ou de nitrates

Eau iodée

voir Lugol

 

Eau de chaux

précipité de carbonate de calcium en présence de CO2

m.e.e. de CO2

Empois d’amidon

 

activité amylasique

Eosine

coloration en rouge et rose

colorant acide qui colore les structures histologiques basiques (ex: protéines du cytoplasme)
technique courante en histologie (
hématoxyline et éosine)

Feulgen

voir Réactif de Schiff

Méthode d’étude des chromosomes

Fuschine

voir APS

 

Giemsa

bandes noires

marquage des bande G chromosomiques
et marquage des bandes C (centromères) + constrictions secondaires des chromosomes dans des conditions particuliaires

noyau coloré en noir
cytoplasme coloré en bleu pâle
érythrocyte coloré en rose pâle

méthode classique de coloration des cellules sanguines et des frottis (moelle osseuse)

Glycérine

observation cristaux microscope

m.e.e. inuline (Composées: tubercule de Dahlia)

Hématoxyline

coloration en bleu violacé

colorant basique qui colore les structures histologiques acides: ADN et ARN (noyau et REG)
technique courante en histologie (hématoxyline et
éosine)

Liqueur de Fehling

solution bleue > précipité rouge brique quand chauffé.

m.e.e. des oses réducteurs (fonctions cétone ou aldéhyde)

Lugol =Eau iodée = réactif iodo-ioduré (I2+IK)

coloration bleu-violet de l'amidon et brun-acajou du glycogène.

m.e.e des polymères de glucose a : amidon (glycogène et cellulose dans certains cas) (+ chauffer)

May-Grünwald

 

 

Méthode de Nissl (et bleu de méthylène)

le REG forme un amas (corps de Nissl)

colore le REG des neurones

Moutarde de Quinacrine

fluorescence sous lumière ultraviolette

marquage des bandes Q chromosomiques

Nitrate d’argent (solution à conserver dans un flacon brun à l'abri de la lumière)

précipité de chlorure d’argent en présence de chlorures

m.e.e des chlorures

précipité d'argent métallique sur les bords du tube à essai

m.e.e. des oses réducteurs (id. Liqueur de Fehling)

Ninhydrine

 

 

Noir Soudan (+acide osmique)

coloration brun-noir

m.e.e. des graisses

Orcéine acétique

 

m.e.e. des chromosomes (ex: chromosomes géants de chironome)

Oxalate d'ammonium

précipité blanc

m.e.e. du calcium

Perchlorure de fer

coloration noire

m.e.e. des tanins

Phénolphtaléine

incolore (pH < 8,2) à rouge violet (pH > 9,8)

indicateur de pH

Phénylhydrazine

 

 

Phloroglucine

coloration en rouge

spécifiquement de la lignine en milieu acide (+HCl)

Quinacrine

voir Moutarde de Quinacrine

 

Réactif ammoniaco-magnésien

précipité blanc en présence de phosphate

m.e.e de phosphates

Réactif du biuret

violet si liaisons peptidiques avec soude et sulfate de cuivre.

m.e.e. de liaisons peptidiques (polypeptides et protéines. pas oligopeptides) quelques gouttes de sulfate de cuivre et de la soude.

Réactif iodo-ioduré

voir Lugol

 

Réactif de Kastle-Mayer

teinte rose en présence de cuivre

m.e.e. de cuivre

Réactif de Millon

coloration rouge orangé

m.e.e. des protéines (les acides aminés phénoliques)

Réactif de Molish = Naphtol

coloration violette

m.e.e. de tous les oses et osides

Réactif de Nessler

coloration jaune à brun

m.e.e. de l’ammonium

Réactif nitromolybdique

précipité jaune de phosphomolybdate d’ammonium

m.e.e. des phosphates

Réactif des phosphates

bleue en présence de phosphates.

m.e.e. et dosage des phosphates

Réactif de Schiff (APS et Feulgen)

coloration en rouge en présence d'un réducteur

m.e.e. des aldéhydes (ribose de l’ADN dans la méthode de Feulgen)

Réactif au sulfate ferreux

coloration rose violacée

m.e.e. des nitrates

Rouge Congo

se fixe sur les glucanes (cellulose = polymère de glucane)

m.e.e. Cellulose
colorant:
Filtre rouge pour l’étude de la photosynthèse

Rouge de Crésol

jaune (pH < 7) à rouge (pH > 8,8)

indicateur de pH ( et [CO2] ).

Rouge de méthyl

rouge (pH < 4,4) à jaune orangé (pH > 6,2)

indicateur de pH

Rouge de phénol

jaune (pH < 6,6)
à rouge (pH > 8,2)

indicateur de pH

Rouge neutre (V)

rouge (pH < 6,8) à jaune (pH > 8)
à pH<5 le rouge neutre se fixe sur la membrane des vacuoles
à pH 7,5 le rouge neutre entre dans les vacuoles

indicateur de pH
Utilise également la propriété des vacuoles de retenir les colorants à faible concentration jusqu'à la mort cellulaire (à pH 7)

Rouge de ruthénium

colore en rouge la pectine

m.e.e. pectines acides

Rouge Soudan = Soudan III

coloration rouge

m.e.e. des lipides (+ cires, résines, cutine, subérine, latex). solvant organique

Safranine

coloration rouge

coloration bois et liège

Soudan III

voir Rouge Soudan

 

Sulfate ferreux

voir réactif au sulfate ferreux

 

Sulfate de cuivre précipité blanc m.e.e.

Test de la flamme

coloration jaune de la flamme

m.e.e. du sodium (Na) (dans une solution)

Thiocyanate de potassium

coloration rouge

m.e.e. du fer (Fe+++)

Thymolphtaléine

incolore (pH < 9,3)
à bleu (pH > 10,5)

indicateur de pH

Trichrome de Masson

collagène en vert ou bleu
noyau (basophile) en bleu
cytoplasme, kératine en rouge vif

m.e.e. les colorants du tissu conjonctif en particulier le collagène

Van Gieson

collagène coloré en rouge
noyau coloré en bleu
cytoplasme coloré en jaune

méthode utilisée pour le tissu conjonctif
voir aussi
Bleu Alcian

Vert d’iode

coloration verte

tissus lignifiés ou subérifiés
colore également le chondriome

Vert de méthyle

 coloration bleu verte

 coloration de l'ADN et du noyau.

Vert de méthyle acétique

coloration verte

m.e.e. des chromosomes (ex: chromos. géants de chironome)
(+ acide acétique)

Vert diazine (V) = Vert Janus

 

coloration du chondriome.

Vert Janus (V)

Voir Vert Diazine

 

Violet gentiane

 

coloration du chondriome

Violet dahlia

 

coloration du chondriome

Violet neutre de Godfrin

coloration rouges des composés pectiques, violet foncé du bois et du liège

coupe dans un végétal

Note: l'indication (V) après le nom du colorant indique qu'il s'agit d'un colorant vital.

Préparation des colorants et réactifs

haut

Bleu de méthylène

Dissoudre 1 g de bleu de méthylène dans 1 litre d'eau distillée

Bleu de méthylène phéniqué

Dissoudre 2 g de bleu de méthylène et 20 g de phénol dans 100 ml d'alcool à 95 %

Liquide de lugol

Broyer dans un mortier, 1 g d'iode bisublimé et 2 g d'iodure de potassium. Dissoudre dans 100 ml d'eau distillée. Pour permettre la dissolution totale de l'iode, ajouter un peu d'iodure. Conserver la solution dans un flacon en verre brun. Pour l'utiliser, il faut le diluer. Le produit se décolore avec le temps.

Carmin acétique

Dissoudre 0,5 g de carmin 40 dans un mélange de 55 ml d'eau distillée et 45 ml d'acide acétique. Porter le mélange à ébullition, et laisser ensuite bouillir 1 à 2 minutes. Laisser refroidir puis filtrer.

Des exemples

haut

Produire de l'eau de chaux

La méthode de fabrication par filtration/décantation est très simple à partir du moment où l'on a de la chaux vive.
Deux solutions s'offrent à vous :
- chauffer au chalumeau (car plus de gaz) de la craie pendant une heure...dangereux et aussi couteux en gaz. :-(
- se procurer quelque part de la chaux vive, mais où?

une boîte (métallique) de 1 kg de chaux vive (entre 50 et 100 F - 15 euros)
chez les principaux fournisseurs de produits chimiques pour établissements scolaires.
Existe aussi en magasins de bricolage/jardinage. 

Cette chaux se présente généralement sous forme de morceaux ressemblant à du marbre. Un seul morceau placé dans un bécher avec 1 L d'eau déminéralisée(9 F les 5 L en supermarché)
==> effervescence, un trouble se crée. Agiter et filtrer et voici l'eau de chaux prête à être utilisée. Avec 1 kg, il y en aura pour plus d'une dizaine d'années !

Extraction d'ADN

Source: site HiChouCa

Matériel :
Tissus animaux et végétaux variés (ex: oignon, kiwi, foie…)
Mixeur, Tubes à essai, Entonnoir et filtre, Liquide vaisselle, Sel de cuisine, Alcool (sauf alcool à brûler), Eau

Protocole :
Mixer le tissu animal ou végétal avec le liquide vaisselle et le sel et ajoutez un peu  d’eau. Filtrer et recueillir le filtrat dans un tube à essai (environ un demi tube ).
Ajoutez quelques ml d’alcool dans le tube en le faisant couler doucement le long du tube en l’inclinant  légèrement (l’alcool doit surnager au-dessus du filtrat) .
Attendre quelques minutes : on voit des filaments blanchâtres migrer dans l’alcool ; c’est l’ADN .
Au bout d’un certain temps,  un nuage blanc (l’ADN) a atteint la surface supérieure de l’alcool .  

Dissection de l'oeil
(1ere )

-Oeil de merlan
Il faut congeler les yeux et les sortir juste au début de la séance . Ils sont alors juste assez durs pour en faire une belle coupe transversale . Avec un peu d'habileté , on peut même réussir à passer par le nerf optique . Inconvénient , il faut faire les observations à la loupe et manipuler avec les pinces .
-Oeil de lapin
Ces yeux sont plus gros , mais on n'en obtient pas facilement un nombre suffisant pour les élèves , à moins de connaître un fermier ...

Gaïacol
(1ere) 

cinétique enzymatique en 1eS avec le colorimètre Jeulin. Plusieurs protocoles proposent l'utilisation de peroxydase et de gaïacol comme substrat
on peut le commander en pharmacie (environ 150Frs les 100g). Il existe également un sirop appelé "Pulmosérum" (15Frs/200ml) qui contient 5 g/l de gaïacol. Il contient également de la codéine, du saccharose et de l'éthanol mais ça n'empêche pas la réaction avec l'eau oxygénée et la peroxydase.

Vous trouverez le protocole à l'adresse suivante :
http://www.ac-bordeaux.fr/Pedagogie/SVT/exao/md_jeul.htm#para11

Cultures sur milieu gélosé
(3e et lycées)

Merci à Jeff et YLharidon

  • Le point du BO à ce sujet: Accompgnement des programmes de 3ème

1) "Seuls sont utilisés pour la réalisation de préparations microscopiques les microorganismes utilisés dans l'industrie alimentaire ou commercialisés. On veille à respecter les règles de sécutité en ce qui concerne leur destruction.
La réalisation de cultures microbiennes est exclue du collège, dans le respect de la réglementation en vigueur (circulaire du 8 août 1973...)
"

2) Prévention des Risques Biologiques - Textes législatifs et réglementaires:
AGENTS BIOLOGIQUES Manipulations de souches microbiennes au cours des travaux pratiques effectués dans les classes
Circulaire du 8 août 1973 (BOEN n° 43 du 22 octobre 1973 pages 3458 à 3470 )
http://encpb.scola.ac-paris.fr/france/inrs_3rb/agents_biologiques/circulaire_du_8_aout_1973.htm

  • Dialogue de profs...

B : Est-il nécessaire de chauffer (stériliser) le support ?
JF : Non, l'eau bouillante pour faire la gélose, doit suffir

B : Faut-il conserver, une fois que la culture démarre, les coupelles ou les boîtes de Petri dans un endroit particulier ? (température ambiante ?)
JF : C'est mieux si tu les mets à au moins 30°C, il me semble.

B : Y a-t-il des consignes de sécurité à vérifier (j'ai cru comprendre que certaines maladies pouvaient se développer facilement avec cette manipulation...) ?
JF: Il faut surtout éviter de laisser les élèves toucher les colonies si elles se sont développées. (ndr: voir plus-haut: textes en vigueur !!)

B : Et ce milieu gélosé, pourrait-il être remplacé par... de la gélatine de cuisine ??
JF: J'ai essayé avec une gelée "Maggi", et ça n'avait rien donné. Peut-être qu'en y ajoutant du glucose... 
Y: J'utilise systématiquement ce que je trouve chez Leclerc: Gélatine alim et bouillon Kub. Avec ça, je fais toutes les manips de bactério. Souches: tartre dentaire, levure de bière, yaourt...et quelques produits issus des poubelles de ma pharmacie préférée: ultra levure, ampho-vaccin, etc etc... 

Modélisation de la diffraction des rais sismiques en profondeur

Source: site HiChouCa

Matériel :
- un rayon laser pour modéliser les rais sismiques
- de l'eau sursaturée en sel pour modéliser le gradient de pression interne

Placer l'eau sur-salée dans un aquarium transparent. Un gradient de concentration en sel s'établit entre le bas et le haut de l'aquarium. La concentration en sel est évidemment plus élevée dans le fond de l'aquarium.
Faire passer le rayon laser le plus bas possible dans l'aquarium, vous observerez qu'il est dévié lors de son passage dans l'eau salée.
On en conclu qu'un gradient de pression a les mêmes effets sur les rais sismiques CQFD.
Autre atout de ce modèle, il met en évidence également la réflexion puisque le rayon laser se réfléchit sur la paroi de verre (ou de plastique) de l'aquarium.

 ! Attention au laser : ne regardez jamais un tel rayon en face.


TP "Amidon" (1/3)
(3e)

(+ notes de Gilles Pineau)

A propos de l'amidon
- Problème avec les amidons solubles de Pierron et Jeulin (!); elles réagissent positivement à la liqueur de Fehling
- Il est possible d'obtenir un empois non réducteur avec de la fécule de pomme de terre (dosage au pifomètre 1 cuillère à soupe par litre d'eau) ou avec de la maïzena. Faire quand même des tests pour voir si la digestion n'est pas trop longue ou trop courte.

A propos de l'amylase
- Il est interdit d'utiliser la salive avec les élèves !
- Il existe de la maxilase "sans sucre" pour ne pas fausser la manip:
deux spécialités pharmaceutiques contiennent de l'amylase et pas de sucres réducteurs :

- alpha-amylase bayer
Conservation (dans son conditionnement) : 24 mois (temp.< 25 °C)

Prix public TTC : env. 3,80 €(25 F)

- mégamylase
Conservation (dans son conditionnement) : 36 mois (temp.< 25 °C)

Prix public TTC : env. 3,80 € (25 F)

- Utiliser des cachets de Pancréal Kirchner qui (réduits en poudre) digèrent très rapidement l'amidon et qui présentent l'avantage de ne pas renfermer de sucre. malheureusement la nouvelle formule ne digère plus les protéines...
- Les bandelettes Glucose (Clinitix) pour la mise en évidence du glucose.

Des "trucs" bien pratiques (d'après Gilles Pineau)
- Pour suivre la digestion "in vitro" je fais mettre l'eau iodée directement dans le tube avec l'amidon.
- On partage ensuite le contenu de ce tube en deux. Dans l'un on ajoute l'enzyme.
- Des pailles servent d'agitateurs (pour simuler le travail mécanique dans la bouche)
- Avec la salive on pouvait se contenter de tenir les tubes au chaud "dans la main". Avec l'amylase du pharmacien il faut un bain-marie : un bécher avec de l'eau à 40 °C.
- Pour faire dessiner les tubes : des bâtonnets de glace font des "gabarits" qu'il suffit de contourner au crayon. Il est prudent de faire tracer sur le bâtonnet un trait pour indiquer le bord supérieur du tube : sinon les tubes s'agrandissent ou rétrécissent en cours d'expérience.
Enfin :
- Ne pas oublier les témoins : test à la liqueur de Fehling (ou bandelettes) sur l'enzyme, sur l'empois d'amidon au départ.

TP "Amidon" (2/3)
(3e)

Merci à G.Pineau pour cette "compilation"

Pour ce TP plusieurs collègues rencontrent des difficultés :

  • La qualité de l'amidon :

- Les amidons solubles de chez Pierron et Jeulin réagissent positivement (!!) à la liqueur de Fehling.
- Il est possible d'obtenir un empois non réducteur avec de la fécule de pomme de terre (dosage au pifomètre 1 cuillère à soupe par litre d'eau). Faire quand même des tests pour voir si la digestion n'est pas trop longue ou trop courte.
- Autrefois il existait de l'amidon soluble à froid pour empeser (amidon Robin ?). Si quelqu'un en trouve encore merci d'envoyer l'adresse du fournisseur sur le site.

  • La qualité de l'amylase :

- Nous n'avons plus le droit d'utiliser la salive.
- Le produit maxilase contient des sucres réducteurs, donc est à proscrire pour ce TP.
- Il existe deux marques contenant de l'amylase sans sucres réducteurs :
alpha-amylase Bayer et mégamylase (voir truc du dessus)

  • Des trucs pratiques pour ce TP

- Pour suivre la digestion "in vitro" mettre l'eau iodée directement dans le tube avec l'amidon. On partage ensuite le contenu de ce tube en deux. Dans l'un on ajoute l'enzyme.
- Des pailles servent d'agitateurs (pour simuler le travail mécanique dans la bouche)
- Avec la salive on pouvait se contenter de tenir les tubes au chaud "dans la main". Avec l'amylase du pharmacien il faut un bain-marie : un bécher avec de l'eau à 40 °C.
- Pour faire dessiner les tubes : des bâtonnets de glace font des "gabarits" qu'il suffit de contourner au crayon. Il est prudent de faire tracer sur le bâtonnet un trait pour indiquer le bord supérieur du tube: sinon les tubes s'agrandissent ou rétrécissent en cours d'expérience.Enfin :
- Ne pas oublier les témoins : test à la liqueur de Fehling (ou bandelettes) sur l'enzyme, sur l'empois d'amidon au départ.

TP "Amidon" (3/3)
(3e)

Les bandelettes glucose

Conseil d'achat pour le TP Amidon
50 bandelettes Marque: Keto-Diastix de chez Bayer pour environ 5 euros

EVITER: Les bandes Gluco-Touch. Ce sont des bandelettes de glycémie utilisables uniquement avec un appareil (le glucomètre).
Reconnaissable sur le tube (noir), il y a dans un encadré rouge intitulé "Code", un nombre (ex : 10). Ce nombre permet de régler le glucomètre lors du changement de tube (c'est fait une bonne fois pour toutes pour les 25 bandelettes).
Les bandes (en plastique) présentent une encoche triangulaire à  une extrémité et du même côté un petit disque de 3 à 4 mm de diamètre où il faut déposer la goutte de sang. La lecture se fait pas faisceau infrarouge et aboutit à un affichage digital.
> 25 bandes, 10 euros et l'appareil (glucomètre) environ 150 euros...

Truc: un collègue se fournit auprès d'un ami qui travaille en hôpital. Il récupère les bandes non utilisées qui sont passées de date : elles fonctionnent suffisammet bien pour nos manipulations (2 ans après, elles fonctionnent encore !).
Encore des économies ? Hé bien coupez les en deux dans le sens de la longueur...

Vitesse de cristallisation: vanilline
(4e) 

Il est plus facile de faire la manipulation à deux: Il faut très très peu de vanilline pour une lame.
Avec un briquet, on chauffe la lame par le dessous et dès que la poudre a fondu, la deuxième personne place la lamelle sur la vanilline liquide.
Soit on place la lame entre deux glaçon, soit on laisse à température ambiante.
On place alors la lame qui reste à température ambiante au microscope polarisant: on voit des germes qui deviennent des cristaux qui grandissent sous nos yeux. Une fois la vanilline complètement cristallisée, vérifier le résultat de la lame refroidie très brutalement...

Les lames sont réutilisables d'une année sur l'autre, il suffit de les refondre délicatement c'est vraiment une manip géniale et en plus cela sent bon...

Une adresse pour commander de la vanilline:
Coopération pharmaceutique française
place Lucien Auvert
77020 Melun
tel 01 64 87 20 00 - fax 01 64 87 20 77
Commander via un pharmacien (environ 15 euros les 100 g).


 

La reproduction sexuée
4e)

Matériel utilié classiquement:
- Oursins
Epoque: f in novembre-décembre. Penser à les commander env. 48 h à l'avance chez le poissonnier. Avec 4 ou 5 individus, en général, on parvient à obtenir des mâles et des femelles.
En les retournant sur un bécher d'eau salée (les marchands d'aquarium en vende sous le nom d'eau osmosée), on peut voir les gamètes s'échapper; il vaut mieux ensuite dilacérer les gonades pour observer les gamètes; on peut observer la fécondaton.
Il y a de belles photos de féondation de Fucus sur la banque d'images bips (http://bips.cndp.fr/) dans la rubrique "scénarios SVT"

Autres indications (plus complexes) pour récupérer les semences:

- chez la femelle
injection d'acétyl choline (env. 0,2 ml) dans l'oursin retourné sur un bécher d'eau salée.
Récupération des gamètes dans l'eau de mer.

- chez le mâle
injection d'acétyl choline (env. 0,2 ml) dans l'oursin placé également sur un bécher vide poé sur de la glace.
Récupération du sperme dans le bécher.
Le sperme est très concentré et doit être dilué pour correspondre à la dilution naturelle de l'eu de mer:
1 goutte de sperme dans 10 ml d'eau de mer.

prendre une goutte de sperme dilué et la mettre dans la suspension d'ovocytes


- Fucus
Il faut qu'il soit bien frais ! Eventuellement, se les faire envoyer par un(e) ami(e) en bord de mer...
En placant les algues dans un cristallisoir sur un papier filtre imbibé d'eau salée, et en fermant le cristallisoir, la "gelée" suinte à l'extérieur.., il suffit alors de donner un morceau de thalle à chaque élève; ils peuvent d'abord observer les ovules (c'est plus facile) puis les spermatozoïdes.
Ensuite une fécondation en plaçant sur une lame un peu de chaque espèce et une goutte d'eau.

- Hermelles (annelides oliogochètes tubicoles)
Cela fontionne bien: récolte (en emportant une petite partie du récif et extraction des vers de leur tube), Il suffit ensuite de faire produire les gamètes dans des verres de montre et de mélanger. On voit bien la "danse" des gamètes.
Il y aurait un ancien numéro de la revue du CRDP de Nantes qui traite de cette utilisation (référence non exacte: années 78/79 ?).

Sédimentation (compaction de la roche)
(4e) 

Préparer une bouteille en plastique dont on aura enlevé l'étiquette pour en mieux voir le contenu.
Verser un mélange d'eau et de craie de couleur pulvérisée.
Laisser sécher (l'année entière si possible. Il faut donc s'y prendre à l'avance...) pour que toute l'eau s'évapore.
La "roche sédimentaire" se trouve alors dans le fond de la bouteille.
Les élèves pourront donc vérifier l'état actuel de la roche et simuler une nouvelle arrivée de la mer avec ses nouveaux dépôts (d'une couleur différente).
Cette nouvelle évaporation ne donnera un résultat visible que pour les élèves de l'année suivante...
La bouteille se remplit avec des couches successives, de couleurs différentes que l'on pourrait plutôt choisir dans l'ordre de l'echelle géologique !

Action du gel sur les roches
(4e-5e:Etude des paysages)

Etude de la gélifraction sur différentes roches:
Placer un morceau de craie et de schiste dans un cristallisoire plein d'eau pendant 1 journée (ils s'imbibent autant que possible d'eau). Sortir ensuite les échantillons de l'eau pour les mettre au congélateur (6 heures).
Une fois placés près d'une source de chaleur, les échantillons vont
- soit devenir de la poudre (la craie qui s'était complètement imbibée d'eau)
- soit être juste un peu abimés (le schiste).
Cela utilise la notion de fracture des roches et de porosité. 

Toute le classe entend le stéthoscope
(5e-2de) 

Transformer un stéthoscope avec un micro de manière à ce que toute la classe entende les battements.
http://www.ac-rouen.fr/pedagogie/equipes/svt/fiches/realisations/stethoscope/realisation.html


 

Respiration des Végétaux
(5e) 

Rejet de dioxygène avec le logiciel respi de chez Jeulin (mode afficheur: gros chiffres visibles de loin)
Choisir dans le menu : concentration de dioxygène... en mg/l-1
Mettre tout simplement la sonde dans un tube à essai avec 5 cc d'eau avec lumière.
Attendre que la valeur se stabilise (c'est le témoin)
Retirer la sonde, ajouter dans le tube des feuilles d'élodée hâchée.
Remettre la sonde : au bout de quelques min. augmentation....
Mettre un cache sur le tube (papier aluminium) Laisser la lampe pour avoir la même température.
Les valeurs baissent presque aussitôt.
Enlever le cache : ça remonte...

Mouvements respiratoires
(5e) 

Demander aux élèves (pêcheurs ou non) de me rapporter un poisson (un "blanc" type chevesne en général résistant et gros, dans les étangs privés on pêche toute l'année) ou sinon un poisson rouge. Je le rend à son propriétaire ensuite.
Montrer le poisson dans son bocal au rétroprojecteur et, quand il est calme, déposer un peu de lait au compte-goutte, on voit bien alors le lait sortir par les ouies.

Sur ce sujet: film du CDDP Haute-marne : la respiration aquatique avec cette manip , dissection filmée pour que les élèves fassent idem, et respiration de la coque . Il est très pédagogique avec formulation d'hyp sur le courant d'eau , son sens etc...



Des élevages d'insectes
(6e) 


Préparer un aquarium

Préparer un aquarium pour le laboratoire ou la classe.

Appareil de Berlèse
(6e)
Merci Evelyne Ambles 

J'utlise depuis plusieurs années des berlèses faits avec des bouteilles d'eau minérale ; on coupe le haut pour faire un entonnoir, on coupe le fond pour avoir un cylindre qui fera le fond où l'on récupère les animaux;
Il faut une grille plastique de pas "2 mm" que l'on met d'habitude sur les cages d'élevage et un sac poubelle noir pour entourer l'ensemble.
Dans le fond, pour récupérer les animaux, se trouve un mélange d'alcool + glycérine + chlorure de magnésium.

- Le chlorure de magnesium pour qu'ils meurent en extension; on le trouve en sachets à la pharmacie (style sachets d'aspegic) ; un sachet par an suffit;
- La glycérine (1 alcool glycériné à 10% de glycerine) pour qu'ils soient moins casants

La litière doit être fraîche (récupérée sous un chêne ou un hètre..) mais pas récupérée juste après une pluie car les animaux s'enfoncent..; 4-5 cm d'épaisseur.
En 24 heures, il y a déjà pas mal d'individus et je les fait observer dans des petites boîtes; plutôt au microscope qu'à la loupe.

Un élevage de protozoaires
(mare ou eau croupie)
(6e)


Utilisation possible: faire un élevage en classe ou pour reconstituer un milieu et une chaîne alimentaire qui évolue à peu près toujours de la même façon et de façon simple et identifiable pour les élèves, faire varier les conditions de culture pour montrer que "les êtres vivants ne sont pas répartis au hasard".
- diverses variétés de bouillons du même âge
- mêmes macérations d'âges différents
- mêmes macération mises en route ensemble mais, une avec bulleur, l'autre non etc

Pour ralentir les "petites bestioles" : du gel pour cheveu dilué entre lame et lamelle,à défaut de l'Agar-agar d'antan.

Pour la détermination, ce n'est pas simple...
On peut penser à colorer les cils (grâce au réactif de Noland's), dont la longueur et les mouvements sont un bon critère, en plus de la forme et la taille des organsimes.
Voici une petite biblio:
- Mémento technique de l'eau, Formulaire, Éd. DEGREMONT (Société Générale d'Epuration et d'Assainissement - 183, Route de Saint Cloud 92-Rueil Malmaison). Renseignements numériques et des abaques concernant la chimie, les unités de mesures, l'hydraulique et l'électricité ainsi que l'ensemble des méthodes d'analyse utilisées dans le traitement des eaux et que la description détaillée des organismes qui constituent le plancton..." Un vrai trésor d'informations à propos de l'eau et pour les TPE!

- Les élevages des petits animaux, Marcel Sire, Ed. LECHEVALIER, 1974. Planches et informations sur les Paramécies, les Colpodes, les Stylonychies, les Vorticelles et les Stentors, ainsi que quelques éléments (rares, semble-t-il) sur leur forme de vie ralentie en milieu anhydre, qui permet d'expliquer la colonisation des mares (utiles dans le cadre du programme de sixième).

- Biologie-zoologie par J.G. Cobut, J. Mignolet et al., éditions A. De Boeck, Bruxelles, 1974. Ce n'est pas vraiment une clé, mais plutôt une courte description illustrée (4 pages seulement) des principaux types rencontrés dans ces circonstances...

- L'étang (sa flore, sa faune) M. Sire aux éditions N. BOUBEE & Cie, 19??

- Il y a également la faune de l'eau (vive, polluée..) dans des vieilles éditions de livre de secondes (2 programmes en arrière) du temps où l'écologie était traitée (ex: Sciences Naturelles classe de 2e M', M. CHADEFAUD et V. REGNIER, Ed. DELAGRAVE) ou encore Sciences Naturelles classe de 1ère C' et M', M. CHADEFAUD et V. REGNIER, Ed. DELAGRAVE. 

Construire un appareil de Berlese (pour capturer les animaux du sol)
 
Montage et utilisation d'un appareil de Berlèse
 
Matériel
- Bouteilles en plastique de différentes capacités : 1 à 5 litres
- Tamis maillé à 2 mm de diamètre externe. On peut se servir d'une moustiquaire de jardinerie en plastique ou en métal.
- Feuille de papier cartoline noire ou plastique noir
- Lampe de 40 w au maximum ( pour éviter de trop chauffer et abimer les animaux très sensibles )
- Une paire de ciseaux, du ruban adhésif et du fil de fer
 
Construction
Etape 1
Découper une bouteille au tiers inférieur :
- La partie haute servira pour contenir la terre, cette pièce sera nommée T
- La partie basse servira de cristallisoir, cette pièce sera nommé C
Etape 2
Opacifier la pièce T avec du papier ou du plastique noir en utilisant du ruban adhésif
Etape 3
Découper un morceau de tamis de telle sorte qu'il puisse se placer au fond de la pièce T.
Astuce : Pour éviter le gaspillage, préparer à l'avance un patron en papier adapté au type de bouteille en plastique que vous utiliserez.
Etape 4
Verser un échantillon de terre prélevée, de fins débris tomberont à travers le tamis, vérifier qu'ils ne contiennent pas des animaux. Cette opération se déroule sans la pièce C ce qui permet d'éviter de salir le futur prélèvement.
Astuce : Il est conseillé de limiter la hauteur de terre dans la pièce T à 5 cm, cela permettra de recueillir les animaux qui n'auront peut-être pas assez de force pour traverser une épaisseur supérieure à 5 cm de terre.

Etape 5

Verser un peu d'alcool 70° dans la pièce C (Cristallisoir) puis placer au dessus la pièce T contenant l'échantillon de terre. Placer au dessus de ce dispositif une lampe de bureau (40 w au maximum ) à une distance de 10 cm pendant une durée de 24 à 48 h selon le volume de terre.
  
Problèmes rencontrés et astuces :
  • Condensation sous le tamis : écarter la lampe, soulever doucement la pièce T, verser le contenu de terre dans un récipient, ôter le tamis et rincer le goulot de la pièce T avec une pipette contenant de l'alcool pour récupérer les éventuels animaux piégés dans les gouttes de buée. Cette opération est réalisée en fin de prélèvement.
  • Certains animaux ne tombent pas car ils restent collés sur les parois de la pièce T : pour éviter ce problème utiliser des bouteilles sans relief (les élèves disent que les animaux doivent glisser comme sur un toboggan)
  • Le tamis en plastique a tendance à se plier et la forme conique adoptée réduit sa surface : pour éviter cela ne pas utiliser une masse importante de terre ou bien utiliser un tamis métallique prédécoupé par des adultes en protégeant la bordure avec du scotch. Ce système crée une bonne adhérence aux parois de la pièce T ce qui évite aux animaux de plus de 2 mm d'épaisseur de passer dans le cristallisoir. Cependant, certains animaux (de grosses larves) arrivent tout de même à franchir la frontière.
     
     


Récupération des spores et mise en culture
Colonisation des milieux
(6e) 

Matériel utilisable: sores de fougères, sporogones de mousses. (il faut qu'ils soient suffisament mûrs mais pas trop non plus...)
En pays non calcaire il parait que les spores de prêle sont intéresantes à observer. 

Marche à suivre avec des fougères:
Récupérer les spores de fougères en plaçant la plante dans un sac plastique:
La poudre jaune représente les spores, la poudre brun sombre représente des enveloppes de spores.
Avec un pinceau, répartir les spores sur de la tourbe blonde (pH acide: empêche la prolifération de bactéries) + de l'eau.
Placer le tout à l'ombre  avec un couvercle transparent sans complètement fermer le récipient: il faut permettre les échanges gazeux.

> Attendre 6 mois (!) <

Les frondes apparaîtrons et resteront dans cet état pendant 3 ans. Les replanter sur du terreau.

Observer des germination
6e

Proposé sur la mailing list SVT-PrepaCAPES par C. Marty 

Dans une éprouvette ou un erlenmeyer, rouler du papier essuie-tout, coincer différentes graines entre le verre et le papier, humecter celui-ci et attendre. Voir résultat ci-joint.
Note: ce système m'a permis de retrouver mes plantes, après 15 jours de vacances, dans un très bon état (un tout petit peu sèches mais pas de moisissures) !


Bouturage
Colonisation des milieux
(6e) 

Bouturage de la "misère" (Peperonia argentea)
Cette plante est très intéressante puisqu'une feuille sufit pour pratiquer plusieurs bouturages:
Couper une feuille en plusieures bandes, perpendiculairement à l'axe principal.
Placer toutes ces bandes sur un feuille de papier ménage (Sopalin !) humide avec la face inférieure sur le dessus (pour ne pas boucher les stomates)
Un plante pourra se développer au départ de chaque nervure (attendre 5 semaines) ! 

Quelques trucs utiles et pas chers pour tous les niveaux

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Vous pouvez vous fournir en moulages dentaires en allant chez le dentiste qui vous les donneras bien volontiers puisqu’il les jette relativement souvent.

Vous pourrez trouver des alcootests gratuits à plusieurs endroits :
 - Police
 - Gendarmerie
 - Assureur
Pour les deux premiers armez-vous de diplomatie et d’un paquet de sourires, cela passera mieux.

Une culture de levure de boulanger vous permettra d’obtenir facilement de la saccharase. Cultiver les levures sur un milieu liquide contenant des glucides puis filtrer le tout. Ca y est vous avez vos saccharases.

Les battements du cœur peuvent être étudiés sur des dissections d’escargots et d’huître.

Préparer des lames minces qui durent

1) Placez tout d'abord les échantillons que vous voulez fixer dans une solution d'alcool à 60° ou plus pendant 30 mn à 1 heure.
2) Passez ensuite l'échantillon dans un milieu glycériné avec la composition suivante :
- 1/3 d'eau
- 1/3 d'alcool
- 1/3 de glycérine
3) Préparez ensuite le milieu de montage :
- 58 g de glycérine (des suppositoires à la glycérine que vous ferez fondre au bain marie ou au micro-ondes feront très bien l'affaire)
- 10 g de gélatine
- 32 g d'eau déminéralisée
4) Une fois le milieu de montage réalisé déposez une goutte de ce dernier sur une lame mince et placez l'échantillon en son centre.
5) Il ne reste plus qu'a mettre en place la lamelle sur l'ensemble. Il est conseillé de réaliser cette manipulation au dessus d'un bec benzène ou sur une plaque chauffante pour permettre un bon étalement du milieu de montage.
Essuyer bien les restes de milieu de montage puis scellez la lamelle sur la lame à l'aide de vernis à ongle.


Obtenir des paramécies

Rien de plus simple il vous suffit de placer des grains de blé dans de l'eau et de les y laisser pendant 1 mois.
Recherchez ensuite vos "bestioles" au microscope, ce qui reste le plus dur.

Elevage de ver de farine

Cet élevage permet d'obtenir pour peu de frais à la fois : la larve, la nymphe et l'adulte. Les vers sont placés dans une boitte sans couvercle (sauf peut être pour les odeurs car en effet l'adulte malgré la présence d'ailes ne vole pas). Le milieu d'élevage est des plus simple il est constitué de germes de blé (germaline en paillette) et de quelques bouts de pain.

La  manipulation suivante peut être ensuite réalisée par les élèves eux-mêmes. Demandez leur d'ammener des boites d'allumettes vides. Ils pourront alors repartir chez eux avec un peu de milieu de culture et deux individus. Ce la leur permettra de suivre l'évolution de ce "duo" et d'observer ainsi tous les stades de dévelloppement de l'insecte.





Pour la 5ème


Maquette de bras

Matériel :
Bouts de carton rigides
Attache parisienne
Bouchon de bouteille percé en son centre
Ficelles


Réalisation :
Percer les deux cartons représentant le bras et l’avant-bras au niveau de l’articulation. Celle-ci sera matérialisée par le bouchon. Attacher l’ensemble à l’aide de l’attache parisienne.
Faites des trous tout le long du bras et de l’avant-bras (les élèves ont ainsi plusieurs choix à leur disposition pour placer les muscles représentés par les ficelles). Les ficelles sont ensuite passées dans ces trous et permettent de faire bouger votre membre (attention aux termes que vous emploierez en cours).

Le fumeur artificiel

Matériel :
Une bouteille d’eau dont le bouchon est percé
Une tétine
Du coton
Une cigarette et un briquet

Réalisation :
Elargissez le trou de la tétine pour pouvoir y placer une cigarette. Tassez du coton dans la tétine puis placez-le tout sur le bouchon percé. Faites un trou au bas de la bouteille, remplissez là d’eau puis allumez la cigarette sur le bouchon que vous aurez préalablement revissé sur la bouteille.
La chute de l’eau aspire de l’air qui passe au travers de la cigarette et du coton. Celui-ci va retenir les goudrons. Montrer ce coton en fin d’expérience et comparer le avec un coton propre.

Pattes de grenouille

Matériel :
Pattes de grenouille congelées

Réalisation :
Disséquer la grenouille en écartant les muscle (sur lesquels on voit bien les tendons) pour accéder au nerf que l’on peut mettre en valeur grâce à un papier noir. Puis enlever un muscle pour voir l’os que l’on aperçoit en transparence.
Casser l’articulation pour mettre en évidence la synovie (matière collante sur le bout du doigt).

Poumons et capillaires

Matériel :
Un ballon de baudruche
Un filet à légumes

Réalisation :
Entourer le ballon gonflé avec le fillet à légume pour donner une idée de la place des capillaires autours d’une alvéole pulmonaire.

Pour les 1ère S


Extraction d’ADN

Matériel :
Tissus animaux et végétaux variés (oignon, kiwi, foie …on peut ainsi mettre en évidence que le matériel génétique est le même pour tous les êtres vivants)
Mixeur
Tubes à essai
Entonnoir et filtre
Liquide vaisselle
Sel de cuisine
Alcool (sauf alcool à brûler)
Eau

Protocole expérimental :
Mixez le tissu animal ou végétal avec le liquide vaisselle et le sel et ajoutez un peu  d’eau . Filtrez et recueillez le filtrat dans un tube à essai (environ un demi tube ).
Ajoutez quelques ml d’alcool dans le tube en le faisant couler doucement le long du tube en l’inclinant  légèrement (l’alcool doit surnager au-dessus du filtrat) .
Attendre quelques minutes : on voit des filaments blanchâtres migrer dans l’alcool ; c’est l’ADN .
Au bout d’un certain temps,  un nuage blanc (l’ADN) a atteint la surface supérieure de l’alcool .

Matériel :
Agitateur
Colorant vert de méthyle
Eau distillée

Protocole expérimental :
Pour caractériser l’ADN, enroulez les filaments autour d’un agitateur en verre en le faisant tourner dans le tube doucement .
Versez sur l’agitateur quelques gouttes de vert de méthyle et attendre quelques minutes.
Rincez délicatement avec l’eau  plusieurs fois .
Au début , on constate une coloration violette puis au bout de quelques minutes la coloration verte qui permet de caractériser l’ADN apparaît  .

Proposez également vos expériences.